Bacteriemia causada por Acinetobacter ursingii | CDhistory

INFORME DE CASO

Un hombre de 63 años que presentaba un adenocarcinoma pulmonar diagnosticado en julio de 2001 fue ingresado en el Hospital Universitario Hôtel Dieu de París, Francia. Se inició un quinto curso de quimioterapia intravenosa consistente en cisplatino (50 mg/m2 de superficie corporal) y vinorelbina (30 mg/m2) a través de una cámara de catéter, que se había implantado 12 semanas antes. La paciente había recibido corticoides durante 2 meses debido a un dolor torácico por compresión tumoral. Al día siguiente del ingreso (día 1), su estado se deterioró con fiebre (39,5 °C) y escalofríos asociados a un aumento del recuento de glóbulos blancos (15 × 103 células por μl con un 90% de neutrófilos), de la proteína C reactiva (9,5 mg/dl) y del fibrinógeno (0,51 mg/dl). Así, recibió cefotaxima (3 g al día) y gentamicina (180 mg al día) durante 2 días. El análisis de orina fue normal. La radiografía de tórax y la ecografía abdominal y cardíaca no se modificaron. Se aisló una cepa de Acinetobacter sp. a partir de cinco muestras de sangre, incluidas dos obtenidas de la cámara del catéter. Se retiró la cámara del catéter, pero su cultivo era estéril. El día 3, se cambió la terapia antimicrobiana a imipenem (2 g al día) y amikacina (900 mg al día) durante 2 semanas según la susceptibilidad de la cepa. El día 5, se añadió rifampicina (1,2 g al día) ya que el paciente seguía febril. El día 7, el paciente estaba apirético, con normalización del recuento de glóbulos blancos y de la proteína C reactiva.

Las muestras de sangre se inocularon en viales de hemocultivos aeróbicos y anaeróbicos (BACTEC PLUS; BD Diagnostic Systems, Sparks, Md.). Los viales aeróbicos fueron positivos y se subcultivaron en agar nutritivo a 37°C. Tras 24 horas de incubación, las colonias tenían entre 1 y 1,5 mm de diámetro, eran circulares, convexas, lisas y ligeramente opacas con márgenes enteros. La tinción de las bacterias mostró cocobacilos gramnegativos. El crecimiento en caldo de infusión de cerebro y corazón (BHI) se observó a 37°C pero no a 41 y 44°C. El microorganismo (aislado 954) no era móvil, era estrictamente aeróbico y negativo a la oxidasa. Crecía en agar MacConkey (colonias incoloras), no era hemolítico en agar sangre de oveja, no oxidaba la d-glucosa, no reducía el nitrato y era negativo para la ureasa y la gelatinasa. Para intentar identificar este aislado, se utilizaron las tiras API 20 NE y API ID 32 GN (bioMérieux, Marcy l’Etoile, Francia), tal como recomienda el fabricante. Las repetidas identificaciones bacterianas obtenidas con las tiras API 20 NE y API ID 32 GN fueron Acinetobacter junii o Acinetobacter johnsonii (código no. 0000071; porcentaje de identificación = 63,5%; índice de tipicidad = 0,77) y A. johnsonii (código nº 00270063062; p = 90,5%; T = 0,87), respectivamente. Estos resultados nos llevaron a determinar la secuencia del gen 16S rRNA (ADN ribosómico 16S ) del aislado, tal como se había descrito anteriormente (3, 6). Brevemente, el ADNr 16S se amplificó mediante PCR con los cebadores Ad (5′-AGAGTTTGATCTGGCTCAG-3′) y rJ (5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′). Se determinó un total de 1.484 nucleótidos continuos de ADNr 16S. La secuencia completa de ADNr 16S del aislado se comparó con todas las secuencias bacterianas disponibles en la base de datos GenBank mediante el programa Blast (National Center for Biotechnology Information) y mostró un 99% de similitud con la de la cepa tipo de Acinetobacter ursingii (número de acceso GenBank AJ275038). Las secuencias de ADNr 16S de cepas filogenéticamente relacionadas se obtuvieron de la base de datos del GenBank. Todas las secuencias de ADNr 16S se alinearon con CLUSTAL X, y se construyó un árbol filogenético utilizando DENDROGRAF, un programa del paquete Taxotron (Taxolab Institut Pasteur, París, Francia) (Fig. (Fig.1).1). La susceptibilidad antimicrobiana de los aislados se determinó por el método de difusión en agar utilizando la prueba del Epsilómetro (prueba E; AB BIODISK, Solna, Suecia) en agar Mueller-Hinton, según las recomendaciones del fabricante. Los resultados de la CIM fueron los siguientes: amoxicilina, 16 μg/ml; piperacilina, 12 μg/ml; cefotaxima, 32 μg/ml; cefepima, 24 μg/ml; ceftazidima, 128 μg/ml; imipenem, 0.125 μg/ml; gentamicina, 0,25 μg/ml; amikacina, 1 μg/ml; tobramicina, 0,5 μg/ml; rifampicina, 3 μg/ml; ciprofloxacina, 0,19 μg/ml. Un ensayo para la detección de betalactamasas mediante el uso de un disco de nitrocefina (BD Cefinase; BD Diagnostic Systems) fue positivo.

Los miembros del género Acinetobacter pertenecen a la subdivisión gamma de la clase Proteobacteria. En 1986, Bouvet y Grimont describieron cuatro nuevas especies de Acinetobacter, a saber, Acinetobacter baumannii, Acinetobacter haemolyticus, A. johnsonii y A. junii (2). Además, estos autores modificaron las descripciones de otras dos especies, Acinetobacter calcoaceticus y Acinetobacter lwoffii. En 1988 se describió Acinetobacter radioresistens, procedente del medio ambiente (9). Más recientemente, se han delimitado A. ursingii y Acinetobacter schindleri, aislados de muestras clínicas humanas (7, 8). Así pues, en la actualidad, el género Acinetobacter está formado por las nueve especies mencionadas. Sin embargo, esto sigue siendo insuficiente para nombrar a todos los miembros de este género, como demuestran los 21 grupos de ADN diferentes (genomoespecies) de los que se ha informado anteriormente (5). En los laboratorios clínicos, la identificación de los bacilos gramnegativos no fermentativos suele realizarse mediante sistemas de identificación como las tiras API 20 NE y API ID 32 GN (bioMérieux). A. baumannii, la especie de Acinetobacter más frecuente en las infecciones nosocomiales, se identifica fácilmente con estos sistemas. Sin embargo, se ha demostrado que el poder de discriminación de las pruebas con tiras API es insuficiente para la identificación precisa de las demás especies de Acinetobacter (1). En el presente caso, la identificación preliminar errónea se debió a la ausencia de A. ursingii en las bases de datos de las tiras API 20 NE y API ID 32 GN. Pruebas fenotípicas adicionales, como el crecimiento en caldo BHI a 37 y 41°C y la oxidación de glutarato y l-aspartato, pueden ayudar a diferenciar A. ursingii de A. junii y A. johnsonii (Tabla (Tabla1).1).