Az Acanthamoeba által okozott cornealis fekélyek száma növekszik, és a legújabb publikációk szerint az Egyesült Királyságban az elmúlt néhány évben kitört a betegség. Mivel az Acanthamoeba keratitis gyakran atipikus jellemzőkkel jelentkezik, a diagnózis önmagában a réslámpás vizsgálat alapján gyakran nem lehet meggyőző . Íme néhány hasznos tanács, amely segíthet a diagnózis felállításában és a kezelés megkezdésében.
1. A klinikai anamnézisből származó nyomok
Kérdezze meg, hogy a betegnél fennáll-e az Acanthamoeba keratitishez kapcsolódó alábbi fő kockázati tényezők valamelyike :
- Úszás, zuhanyozás, fürdés vagy forró fürdő használata kontaktlencse (CL) viselése közben.
- Szegény kontaktlencse-higiénia, például a CL kezelése előtt nem mos kezet, vagy a CL csapvízben történő mosása.
- Nagy víztartalmú, ionos hidrogél CL-ek (azaz FDA 4. csoportba tartozó CL-ek) használata.
- Oxipol CL fertőtlenítő oldat használata.
2. A klinikai vizsgálatból származó nyomok
A következő jellemzők jelenléte a szaruhártyán belül a réslámpás vizsgálat során szintén utalhat Acanthamoeba fertőzésre :
- Dendritikus típusú fekély alakja a szaruhártya hámjában a CL-t viselőnél.
- Peri-neurális infiltrátum vagy peri-neuritis.
- Karika alakú infiltrátum (1. ábra).
1. ábra: Gyűrű alakú infiltrátum a stromában egy tenyésztéspozitív Acanthamoeba keratitisben szenvedő betegnél.
3. ábra. Képalkotó technikák: in vivo konfokális mikroszkópia (IVCM)
Az in vivo konfokális mikroszkópia segíthet a beteg szaruhártyájában lévő Acanthamoeba in situ gyors azonosításában – a szaruhártya lekaparása előtt végezze el a képalkotást, hogy növelje az esélyt a parazita szaruhártyán belüli észlelésére. Az Acanthamoeba-ciszták általában háromféleképpen jelennek meg az IVCM-felvételeken: duplafalú ciszták (2. ábra), fényes folt jel (3. ábra) vagy szignógyűrűs megjelenés . Esetenként a ciszták sorokat vagy klasztereket alkothatnak, és felhalmozódhatnak a Bowman-membránban . Nagyon ritkán, a fertőzés korai szakaszában az Acanthamoeba nagyobb trofozoiták formájában is megjelenhet az IVCM-felvételeken, azonban a trofozoiták megjelenése nagyon változó lehet, esetenként látható pszeudopodiákkal .
2. ábra: In vivo konfokális mikroszkópiás kép a szaruhártya stromában lévő duplafalú ciszta (nyíllal jelölve) tenyészetpozitív Acanthamoeba keratitisben (a képet HRT3 lézerpásztázó in vivo konfokális mikroszkóppal készült Rostock Corneal Module, Heidelberg Engineering, Heidelberg, Németország).
3. ábra: HRT3 in vivo konfokális mikroszkópos kép, amelyen a ciszták “fényes foltokként” jelennek meg, néhány ciszta pedig vonalat alkot (nyilakkal jelölve).
4. ábra. Szaruhártya kaparás mikrobiológiai diagnózis céljából
A szaruhártya hámját a fekély aktív helyén steril eszközzel (pl. steril zöld 21G tűvel, vagy 15. számú bard parker szike pengével) kaparjuk le. Használja a tű ferde oldalát, vagy óvatosan használja a szike pengéjét, hogy eltávolítsa a sejteket a fekély alapjáról és vezető széléről. Ezután helyezze a mintát a nem tápanyag-agar felületére (amelyet a mikrobiológiai laboratóriumban E. Colival kell bevetni). Miután a mintát az agarlemezre helyezte, dobja el a tűt, és használjon új tűt a szaruhártya felszínéről történő további mintavételhez. Ezenkívül helyezzen némi szaruhártya-anyagot vér-agar és sabouraud-agar lemezekre a bakteriális, illetve gombás fertőzés diagnosztizálásához. Továbbá, ha elegendő anyag van jelen, helyezzen valamennyit egy steril üveglemez közepére, és küldje el a mikrobiológiai laboratóriumba a jelenlévő organizmusok azonosítására (4. ábra), pl. gramfestéssel. Végül fontolja meg a fekély felszínéről vett szaruhártya-tamponok elküldését az Acanthamoeba és a herpes simplex vírus (HSV) polimeráz láncreakció (PCR) vizsgálatára, ha az Ön mikrobiológiai laboratóriuma kínálja ezt a szolgáltatást.
4. ábra: Duplafalú ciszták megjelenése az üveglemezre helyezett és közvetlenül a kaparás után fénymikroszkóppal megtekintett szaruhártya kaparékon belül.
5. ábra. Kezelési lehetőségek
Intenzív, óránként egy szemcseppes kezelés megkezdése, kezdetben 0,02% polihexametilén biguaniddal (PHMB) (vagy 0,02% klórhexidin) és 0,1% propamidinnal (Brolene, May and Baker, Dagenham, UK) 48 órán át éjjel-nappal, majd a következő 72 órában csak nappal egy órára csökkentve, majd három-négy héten át két óránként . A kettős terápia hasznos, mivel az Acanthamoeba számos törzse rezisztens lehet csak az egyik szerrel szemben. A Voriconazol 1%-os szemcseppek szintén akanthamoebaellenes hatásúak lehetnek, de kevésbé hatékonyak lehetnek, mint a biguanidok vagy a Brolene . Ha a betegnek a fekélyhez kapcsolódó fájdalmai vannak, fontolja meg fájdalomcsillapítók, például szájon át szedhető nem szteroid gyulladáscsökkentő gyógyszerek alkalmazását. Szervezze meg a beteg néhány napon belüli ismételt felülvizsgálatát, hogy a tünetek és a klinikai vizsgálat alapján biztosítsa a javulás/kezelésre adott válasz bizonyítékát, majd a cseppentés gyakoriságát három-négy hétig (a beteg egyéni reakciója szerint) csak napi két órára lehet csökkenteni. Az anti-acanthamoebás kezelés megkezdése után, ha a gyulladás tartósan fennáll, a helyi szteroidoknak szerepe lehet, azonban ezt a szaruhártya szakorvos felügyelete mellett kell végezni, mivel a szaruhártya immunválaszának elnyomása néha ronthatja a helyzetet. Ellenőrizze a mikrobiológiai tenyésztés / gramfestés eredményeit, mivel az esetek kis részében vegyes fertőzés állhat fenn más organizmusokkal, pl. baktériumokkal, gombákkal vagy HSV-vel, ami további antimikrobiális / vírusellenes kezelést igényelhet . Súlyos fertőzés esetén forduljon szaruhártyaspecialistához, mivel szaruhártya-transzplantációra lehet szükség.
1. Carnt N, Hoffman JJ, Verma S, et al. Acanthamoeba keratitis: az Egyesült Királyságban kitört járvány megerősítése és egy prospektív eset-kontroll vizsgálat a hozzájáruló kockázati tényezők azonosítására. Br J Ophthalmol 2018;102:1621-8.
2. Tu EY, Joslin CE. Az atipikus kontaktlencsékkel összefüggő keratitis közelmúltbeli kitörései: mit tanultunk? Am J Ophthalmol 2010;150:602-8.
3. Dart JK, Saw VP, Kilvington S. Acanthamoeba keratitis: diagnosis and treatment update 2009. Am J Ophthalmol 2009;148:487-99.
4. Chidambaram JD, Prajna NV, Larke NL, et al. Prospective study of the diagnostic accuracy of the in vivo laser scanning confocal microscope for severe microbial keratitis. Ophthalmology 2016;123(11):2285-93.
5. Chidambaram JD, Prajna NV, Palepu S, et al. In vivo konfokális mikroszkópia sejtjellemzői a gazdaszervezet és a szervezet bakteriális, gombás és Acanthamoeba keratitisében. Am J Ophthalmol 2018;190:24-33.
6. Yokogawa H, Kobayashi A, Yamazaki N, et al. Bowman-réteg encisztencia perzisztens Acanthamoeba keratitis eseteiben. Clin Ophthalmol 2012;6:1245-51.
7. Shiraishi A, Uno T, Oka N, et al. In vivo és in vitro lézeres konfokális mikroszkópia az acanthamoeba keratitis diagnosztizálására. Cornea 2010;29:861-5.
8. Labbé A, Khammari C, Dupas B, et al. Az in vivo konfokális mikroszkópia hozzájárulása a fertőző keratitis diagnózisához és kezeléséhez. Ocul Surf 2009;7:41-52.
9. Leck A. Szaruhártyakaparék felvétele és a diagnózis felállítása. Community Eye Health Journal 2015;28:8-9.