Corneale ulceratie veroorzaakt door Acanthamoeba is in opkomst, en recente publicaties wijzen op een uitbraak in het Verenigd Koninkrijk in de afgelopen paar jaar . Aangezien Acanthamoeba keratitis zich vaak presenteert met atypische kenmerken, kan de diagnose op basis van spleetlamponderzoek alleen vaak geen uitsluitsel geven. Hier volgen enkele nuttige tips die kunnen helpen bij het stellen van de diagnose en het starten van de behandeling.
1. Aanwijzingen uit de klinische voorgeschiedenis
Vergewis u ervan of de patiënt een van de volgende belangrijke risicofactoren heeft die in verband worden gebracht met Acanthamoeba keratitis :
- Zwemmen, douchen, baden of gebruik van een warm bad terwijl u contactlenzen (CL’s) draagt.
- Slechte hygiëne van contactlenzen, zoals het niet wassen van de handen voor het hanteren van CL’s, of het wassen van CL’s in kraanwater.
- Gebruik van CL’s met een hoog watergehalte en ionische hydrogel (d.w.z. FDA Groep 4 CL’s).
- Gebruik van oxipol CL desinfectievloeistof.
2. Aanwijzingen van het klinisch onderzoek
De aanwezigheid van de volgende kenmerken in het hoornvlies bij spleetlamponderzoek kan ook wijzen op infectie met Acanthamoeba :
- Dendritische vorm van ulcera binnen het hoornvliesepitheel bij een CL-drager.
- Peri-neuraal infiltraat of peri-neuritis.
- Ringvormig infiltraat (Figuur 1).
Figuur 1: Ringinfiltraat in het stroma van een patiënt met kweek-positieve Acanthamoeba keratitis.
3. Beeldvormingstechnieken: in vivo confocale microscopie (IVCM)
IVCM beeldvorming kan helpen bij het snel identificeren van Acanthamoeba in situ in het hoornvlies van de patiënt – doe de beeldvorming vóór het afschrapen van het hoornvlies om de kans te vergroten dat de parasiet in het hoornvlies te zien is. Acanthamoeba-cysten verschijnen gewoonlijk op drie manieren op IVCM-beelden: dubbelwandige cysten (afbeelding 2), lichtgevende vlekkenteken (afbeelding 3), of de verschijning van een zegelring. Af en toe kunnen cysten lijnen of clusters vormen en zich ophopen in het membraan van Bowman. Zeer zelden, vroeg in het verloop van de infectie, kan Acanthamoeba ook verschijnen als grotere trofozoieten op IVCM-beelden; trofozoieten kunnen echter een zeer variabele verschijningsvorm hebben, soms met zichtbare pseudopodia .
Figuur 2: In vivo confocale microscopie-afbeelding van dubbelwandige cyste (aangegeven met pijl) in hoornvliesstroma bij kweekpositieve Acanthamoeba keratitis (afbeelding verkregen met HRT3 laser scanning in vivo confocale microscoop met Rostock Corneal Module, Heidelberg Engineering, Heidelberg, Duitsland).
Figuur 3: HRT3 in vivo confocale microscopieopname waarop cysten te zien zijn als ‘heldere vlekken’, waarbij sommige cysten een lijn vormen (aangegeven met een pijl).
4. Schrapen van het hoornvlies voor microbiologische diagnose
Schraap het hoornvliesepitheel op de actieve plaats van ulceratie met behulp van een steriel instrument (bijv. steriele groene naald 21G, of nr. 15 bard parker scalpelmesje). Gebruik de zijkant van de naald of gebruik voorzichtig het scalpelmes om cellen te verwijderen van de basis en de voorrand van het ulcus. Plaats het monster vervolgens op het oppervlak van niet-nutriënt agar (dat in het microbiologielaboratorium met E. Coli zal worden gezaaid). Nadat het monster op de agarplaat is geplaatst, gooi de naald weg en gebruik een nieuwe naald voor het nemen van een verder monster van het hoornvliesoppervlak. Plaats bovendien wat hoornvliesmateriaal op bloedagar- en sabouraud-agarplaten om respectievelijk een bacteriële of een schimmelinfectie vast te stellen. Als er voldoende materiaal aanwezig is, breng dan wat materiaal aan op het midden van een steriel glasplaatje en stuur het naar het microbiologisch labo om eventueel aanwezige organismen te identificeren (figuur 4), bv. met gramkleuring. Overweeg ten slotte om corneaswabs van het oppervlak van het ulcus op te sturen voor een PCR-test (polymerasekettingreactie) op Acanthamoeba en herpes simplex virus (HSV), als uw microbiologisch laboratorium deze dienst aanbiedt.
Figuur 4: Verschijning van dubbelwandige cysten binnen hoornvliesschraapsel geplaatst op glasplaatje en bekeken onmiddellijk na het schrapen met lichtmicroscopie.
5. Behandelingsopties
Begin een intensieve oogdruppelbehandeling van één uur, aanvankelijk met polyhexamethyleen biguanide (PHMB) 0,02% (of chloorhexidine 0,02%) en propamidine 0,1% (Brolene, May and Baker, Dagenham, UK) dag en nacht gedurende 48 uur, verminderd tot één uur alleen overdag gedurende de volgende 72 uur, vervolgens twee uur per uur gedurende drie tot vier weken. Een dubbele behandeling is nuttig omdat veel stammen van Acanthamoeba resistent kunnen zijn tegen één middel alleen. Voriconazol 1% oogdruppels kunnen ook een anti-acanthamoebaal effect hebben, maar zijn mogelijk minder effectief dan de biguaniden of Brolene. Overweeg pijnstillers zoals orale niet-steroïde ontstekingsremmende medicatie als de patiënt pijn heeft in verband met het ulcus. Regel een follow-up om de patiënt binnen een paar dagen opnieuw te onderzoeken om er zeker van te zijn dat de symptomen en het klinisch onderzoek wijzen op verbetering/reactie op de behandeling; daarna kan de druppelfrequentie gedurende drie tot vier weken worden teruggebracht tot slechts twee keer per uur overdag (afhankelijk van de individuele reactie van de patiënt). Na het begin van de anti-acanthamoebal behandeling, als de ontsteking aanhoudt, kunnen topische steroïden een rol spelen, echter, dit moet worden uitgevoerd onder toezicht van de hoornvliesconsulent omdat onderdrukking van de immuunrespons in het hoornvlies de situatie soms kan verergeren. Controleer de resultaten van de microbiologische cultuur / gramkleuring omdat in een klein aantal gevallen een gemengde infectie aanwezig kan zijn met een ander organisme, bv. bacteriën, schimmels of HSV, die een bijkomende antimicrobiële / antivirale behandeling kan vereisen . In geval van ernstige infectie, verwijs naar de hoornvliesspecialist, aangezien hoornvliestransplantatie nodig kan zijn.
1. Carnt N, Hoffman JJ, Verma S, et al. Acanthamoeba keratitis: bevestiging van de Britse uitbraak en een prospectieve case-control studie die bijdragende risicofactoren identificeert. Br J Ophthalmol 2018;102:1621-8.
2. Tu EY, Joslin CE. Recente uitbraken van atypische contactlensgerelateerde keratitis: wat hebben we geleerd? Am J Ophthalmol 2010;150:602-8.
3. Dart JK, Saw VP, Kilvington S. Acanthamoeba keratitis: diagnosis and treatment update 2009. Am J Ophthalmol 2009;148:487-99.
4. Chidambaram JD, Prajna NV, Larke NL, et al. Prospectief onderzoek naar de diagnostische nauwkeurigheid van de in vivo laser scanning confocal microscoop voor ernstige microbiële keratitis. Ophthalmology 2016;123(11):2285-93.
5. Chidambaram JD, Prajna NV, Palepu S, et al. In vivo confocale microscopie cellulaire kenmerken van gastheer en organisme in bacteriële, schimmel- en Acanthamoeba keratitis. Am J Ophthalmol 2018;190:24-33.
6. Yokogawa H, Kobayashi A, Yamazaki N, et al. Bowman’s laag encystment in gevallen van persisterende Acanthamoeba keratitis. Clin Ophthalmol 2012;6:1245-51.
7. Shiraishi A, Uno T, Oka N, et al. In vivo en in vitro laser confocale microscopie om acanthamoeba keratitis te diagnosticeren. Cornea 2010;29:861-5.
8. Labbé A, Khammari C, Dupas B, et al. Bijdrage van in vivo confocale microscopie aan de diagnose en behandeling van infectieuze keratitis. Ocul Surf 2009;7:41-52.
9. Leck A. Het nemen van een hoornvliesschraapsel en het stellen van een diagnose. Community Eye Health Journal 2015;28:8-9.